Д. А. Никитин1,2, Т. И. Чернов1, А. К. Тхакахова1, М. В. Семенов1, Н. А. Бгажба1,2, А. Д. Железова1,2, О. Е. Марфенина2, О. В. Кутовая1
1Почвенный институт им. В.В. Докучаева, Россия, 119017 Москва, Пыжёвский пер., 7, стр. 2
2МГУ им. М.В. Ломоносова, Россия, 119991, Москва, Ленинские горы, 1
Методом люминесцентной микроскопии проведена оценка структуры микробной биомассы в образцах горизонтов А и С чернозема, хранившихся при +5 и –70°С. Выявлено значительное уменьшение биомассы микроорганизмов при криохранении для образцов гумусового горизонта и в меньшей степени – для минерального горизонта. В образцах, хранившихся при температуре –70°С, отмечается сокращение длины грибного мицелия, уменьшение числа грибных спор большого диаметра (d > 5 мкм) и отсутствие самых крупных спор (d > 7 мкм). Длина мицелия чистой культуры гриба Cadophora novi-eboraciнесколько сокращалась после хранения при +5°С, а при отрицательных температурах (–18 и –80ºС) – уменьшалась на 28% в первые дни и на 32% на 14-е сутки инкубации. Полученные данные свидетельствуют, что хранение при отрицательных температурах приводит к потерям численности и биомассы микроорганизмов в почве. Таким образом, не рекомендуется использовать криохранение для почвенных образцов, в которых планируется оценивать структуру микробной биомассы прямым методом люминесцентной микроскопии.
Ключевые слова: структура биомассы, бактерии, грибы, Cadophora novi-eboraci, люминесцентная микроскопия, типичный чернозем
doi: 10.19047/0136-1694-2017-89-36-53
Ссылки для цитирования
Никитин Д. А., Чернов Т. И., Тхакахова А. К., Семёнов М. В., Бгажба Н. А., Железова А. Д., Марфенина О. Е. Влияние низких температур на структуру микробной биомассы в почвенных образцах при их хранении // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2017. Вып. 89. С. 36-53. doi: 10.19047/0136-1694-2017-89-36-53
Nikitin D. A., Chernov T. I., Tkhakakhova A. K., Semenov M. V., Bgazhba N. A., Zhelezova A. D., Marfenina O. E., Kutovaya O. V. The impact of low temperatures on the structure of the microbial biomass during the soil samples storage, Byulleten Pochvennogo instituta im. V.V. Dokuchaeva, 2017, Vol. 89, pp. 36-53. doi: 10.19047/0136-1694-2017-89-36-53
THE IMPACT OF LOW TEMPERATURES ON THE STRUCTURE OF THE MICROBIAL BIOMASS DURING THE SOIL SAMPLES STORAGE
D. A. Nikitin1,2,*, T. I. Chernov1, A. K. Tkhakakhova1, M. V. Semenov1, N. A. Bgazhba1,2, A. D. Zhelezova1,2, O. E. Marfenina2, O. V. Kutovaya1
1V.V. Dokuchaev Soil Science Institute, Russia, 119017, Moscow, Pyzhevskii per. 7-2
2Lomonosov Moscow State University, Russia, 119991, Moscow, Leninskie Gory, 1
The assessment of the microbial biomass structure in the soil samples from A and C horizons, stored at the temperature of +5 and –70°С was conducted by a luminescence method. For the samples from the humus layer a significant decrease of biomass during the cryostorage was revealed. However, in the sample from the mineral layer at the same storage conditions such a decrease occurred in a lesser degree. The decrease of fungi mycelium length was observed in the sample, which was stored at the temperature –70°С. Also, the decrease of the number of fungi spores with large diameter (d > 5 mkm) and the absence of the largest spores (d > 7 mkm) was observed. The mycelium length of the pure culture of Cadophora novi-eboraci fungi was a bit decreased after the storage of samples at +5°С. Under conditions of negative temperatures (–18 and –80ºС) the mycelium length was decreased by 28% during the first days, and by 32% on the 14-th day of the incubation. The data obtained stipulate that the storage of samples under conditions of negative temperatures leads to the decrease of biomass and number of microorganisms within the soil. Therefore, it is not recommended to store soil samples under conditions of negative temperatures if it is planned to assess the structure of microbial biomass by the direct method of luminescent microscopy.
Keywords: biomass structure, bacteria, fungi, Cadophora novi-eboraci, luminescent microscopy, typical chernozem, storage of samples
СОДЕРЖАНИЕ
1. Василенко Е.С., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Мартынов А.С. Изменение численности микроорганизмов в зависимости от величины агрегатов миграционно-мицелярного чернозема // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2014. Вып. 73. С. 85–97.
2. Головченко А.В., Добровольская Н.Г., Инишева Л.И. Структура и запасы микробной биомассы в олиготрофных торфяниках Южной тайги Западной Сибири // Почвоведение. 2002. № 12. С. 1468–1473.
3. Железова А.Д., Кутовая О.В., Дмитренко В.Н., Тхакахова А.К., Хохлов С.Ф. Оценка количества ДНК разных групп микроорганизмов в генетических горизонтах темно-серой почвы // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2015. Вып. 78. С. 87–98.
4. Звягинцев Д.Г. Методы почвенной микробиологии и биохимии. М.: Изд-во Моск. ун-та. 1991. С. 302.
5. Иванова Е.А., Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чернов Т.И., Першина Е.В., Маркина Л.Г., Андронов Е.Е., Когут Б.М.Структура микробного сообщества агрегатов чернозема типичного в условиях контрастных вариантов сельскохозяйственного использования // Почвоведение. 2015. № 11. С. 1367–1382. doi: 10.7868/S0032180X15110088
6. Кутовая О.В., Гребенников А.М., Чевердин Ю.И., Маркина Л.Г. Влияние длительности использования агрочерноземов в земледелии на мезофауну и активность микрофлоры // Аграрная Россия. 2017. № 1. С. 2–9.
7. Кутовая О.В., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Иванова Е.А., Андронов Е.Е. Метагеномная характеристика биологического разнообразия крайнеаридных пустынных почв Казахстана // Почвоведение. 2015. № 5. С. 554–561. doi: 10.7868/S0032180X15050044
8. Кутовая О.В., Тхакахова А.К., Чевердин Ю.И. Влияние поверхностного переувлажнения на биологические свойства лугово-черноземных почв Каменной Степи // Бюл. Почв. ин-та им. В.В. Докучаева. 2016. Вып. 82. С. 56–70. doi: 10.19047/0136-1694-2016-82-56-70
9. Лысак Л.В., Лапыгина Е.В., Конова И.А., Звягинцев Д.Г. Численность и таксономический состав наноформ бактерий в некоторых почвах России // Почвоведение. 2010. № 7. С. 819–824.
10. Марфенина О.Е., Никитин Д.А., Иванова А.Е. Структура грибной биомассы и разнообразие культивируемых микромицетов в почвах Антарктиды (станции Прогресс и Русская) // Почвоведение. 2016. № 8. С. 991–999. doi: 10.7868/S0032180X16080074
11. Полянская Л.М., Гейдебрехт В.В., Звягинцев Д.Г. Биомасса грибов в различных типах почв // Почвоведение. 1995. №5. С. 566–572.
12. Полянская Л.М., Горбачева М.А., Милановский Е.Ю., Звягинцев Д.Г. Развитие микроорганизмов в аэробных и анаэробных условиях в черноземе // Почвоведение. 2010. № 3. С. 356–360.
13. Полянская Л.М., Звягинцев Д.Г. Содержание и структура микробной биомассы как показатель экологического состояния почв // Почвоведение. 2005. № 6. С. 706–714.
14. Семенов М.В., Манучарова Н.А., Степанов А.Л. Распределение метаболически активных представителей прокариот (архей и бактерий) по профилям чернозема и бурой полупустынной почвы // Почвоведение. 2016. № 2. С. 239–248. doi: 10.7868/S0032180X16020106
15. Хитров Н.Б., Герасимова М.И., Бронникова М.А., Зазовская Э.П. Центрально-черноземный государственный природный биосферный заповедник имени профессора В.В. Алехина // Путеводитель научных экскурсий XII Международного симпозиума и полевого семинара по палеопочвоведению. 2013. С. 122.
16. Чернов Т.И., Лебедева М.П., Тхакахова А.К., Кутовая О.В. Профильный анализ микробиомов сопряженных почв солонцового комплекса Прикаспийской низменности // Почвоведение. 2017. № 1. С. 71–76. doi: 10.7868/S0032180X1701004X
17. Ahmed M., Oades J.M., Ladd J.N. Determination of ATP in soil: effect of soil treatments // Soil Biol. Biochem. 1982. V. 14. P. 273–279. doi: 10.1016/0038-0717(82)90037-2
18. Anderson J.P.E., Domsch K.H. Quantities of plant nutrients in the microbial biomass of selected soils // Soil Science. 1980. V. 130. P. 211–216.
19. Anderson T.H., Domsch K.H. Ratios of microbial biomass carbon to total organic carbon in arable soils // Soil Biol. Biochem. 1989. V. 21. P. 471–479. doi: 10.1016/0038-0717(89)90117-X
20. Bloem J., Bolhuis P.R., Veninga M.R., Wieringa J. Microscopic methods for counting bacteria and fungi in soil // Methods Appl. Soil Microbiol. Biochem. 1995. P. 162–173.
21. Christie P., Beattie J.A.M. Significance of sample size in measurement of size microbial biomass by the chloroform fumigation-incubation method // Soil Biol. Biochem. 1987. V. 19. P. 149–152. doi: 10.1016/0038-0717(87)90074-5
22. Cui H., Wang C., Gu Z., Zhu H., Fu S., Yao Q. Evaluation of soil storage methods for soil microbial community using genetic and metabolic fingerprintings // Eur. J. f Soil Biol. 2014. V.63. P. 55-63. doi: 10.1016/j.ejsobi.2014.05.006
23. Eiland F. An improved method for determination of adenosine triphosphate (ATP) in soil // Soil Biol. Biochem. 1979. V. 11(3). P. l–35.
24. Henry H.A. Soil freeze–thaw cycle experiments: trends, methodological weaknesses and suggested improvements // Soil Biol. Biochem. 2007. V. 39(5). P. 977–986. doi: 10.1016/j.soilbio.2006.11.017
25. Maggi O., Tosi S., Angelova M., Lagostina E., Fabbri A.A., Pecoraro L., Turchetti B. Adaptation of fungi, including yeasts, to cold environments // Plant Biosystems-An Int. J. Dealing with all Aspects of Plant Biol. 2013. V. 147(1). P. 247–258. doi: 10.1080/11263504.2012.753135
26. Panikov N.S. Subzero Activity of Cold-Adapted Yeasts. In Cold-adapted Yeasts. Berlin Heidelberg, Springer, 2014. P. 295–323.
27. Travadon R., Lawrence D.P., Rooney-Latham S., Gubler W.D., Wilcox W.F., Rolshausen P.E., Baumgartner K. Cadophora species associated with wood-decay of grapevine in North America // Fungal Biol. 2015. V. 119(1). P. 53–66.
28. West A.W., Sparling G.P. Modifications to the substrate-induced respiration method lo permit measurement of microbial biomass in soils of-differing water contents // J. Microbiol. Methods. 1986. V. 5. P. 177–189. doi: 10.1016/0167-7012(86)90012-6
29. Zelles L., Adrian P., Bai Q.Y., Stepper K., Adrian M.V., Fischer K., Maier A., Ziegler A. Microbial activity measured in soils stored under different temperature and humidity conditions // Soil Biol. Biochem. 1991. V. 23(10). P. 955–962. doi: 10.1016/0038-0717(91)90176-K
30. Žifčáková L., Větrovský T., Howe A., Baldrian P. Microbial activity in forest soil reflects the changes in ecosystem properties between summer and winter // Environ. Microbiol. 2016. V. 18(1). P. 288–301. doi: 10.1111/1462-2920.13026